Was ist eine Protein-Protein-Interaktion?

Im Grunde genommen interagiert jedes Protein, das irgendeine Art von Aktion, Wirkung oder Einfluss auf ein anderes Protein ausübt, mit diesem Protein. Im Bereich der Biowissenschaften wird der Begriff Protein-Protein-Interaktion (PPI) jedoch spezifischer verwendet:

  • es muss einen direkten physischen Kontakt geben, normalerweise in einer bestimmten Position und Ausrichtung (molekulares Andocken), und einen Proteinkomplex bilden, permanent oder vorübergehend.
  • es darf nicht zufällig sein, d.h. es werden alle Proteine ausgeschlossen, die zufällig aneinander stoßen können.
  • es darf nicht generisch sein, sondern dient einen bestimmten Zweck, der sich von völlig generischen Funktionen wie Proteinproduktion und -abbau unterscheidet (De las Rivas and Fontanillo 2009).

Protein-Protein-Interaktions-Formen

Protein-Protein-Interaktionen können auf verschiedene Weise klassifiziert werden (nach Acuner-Ozbabacan et al. 2011): 

  • Basierend auf der Affinität können sie als obligate (die Komponenten des Protein-Protein Netwerkes interagieren miteinander und liegen in der Zelle nur als Proteinkomplex vor) und nicht-obligate Wechselwirkungen (falls die Proteine unabhängig voneinander existieren können) klassifiziert werden.

  • Nicht-obligate Interaktionen können basierend auf der Stabilität des Komplexes, den sie bilden, als permanent oder transient und transiente (das heißt zeitlich beschränkte) Interaktionen als schwach oder stark klassifiziert werden.
  • Da die meisten obligaten Interaktionen permanent sind und die meisten nicht-obligaten Interaktionen transient sind, werden obligate und permanente Interaktionen manchmal austauschbar in der Literatur verwendet.

Die Mehrheit der zellulären Prozesse wird durch transiente PPI reguliert, und so konzentriert sich ein großer Teil der PPI Forschung auf diese Form der Interaktion.

Verfügbare Methoden zur Untersuchung von Protein-Protein-Interaktionen

Es stehen Dutzende von Methoden zur Verfügung, um PPI zu untersuchen, und jede hat verschiedene Vor- und Nachteile, z.B.

  • in Bezug auf die Art der Interaktionen, die sie erkennen können
  • die Protein-Typen, bei denen sie verwendet werden können
  • die Anzahl der Falsch-Positiven und -Negativen Ergebnisse, die sie produzieren
  • die erforderliche Instrumentierung und so weiter.

Aufgrund der großen Anzahl von Falsch-Positiven und -Negativen Ergebnisse, die die meisten Methoden produzieren, ist es normalerweise notwendig, jede Interaktion mit 2 oder 3 verschiedenen Methoden zu bestätigen.

Die meisten Methoden lassen sich in eine von 3 Gruppen von Methoden einteilen: in silico, in vitro und in vivo. (Srinivasa Rao et al. 2013):

In silico Methoden verwenden Computermodelle, um Protein-Protein-Interaktionen vorherzusagen. Dazu gehören sequenzbasierte Ansätze, strukturbasierte Ansätze, Chromosomennähe, Genfusion, in silico 2 Hybrid, Mirror-Tree Verfahren, phylogenetischer Baum und genexpressionsbasierte Ansätze.

In vitro Methoden werden in einer kontrollierten Umgebung außerhalb eines lebenden Organismus durchgeführt. In vitro-Methoden, die für die PPI-Detektion verwendet werden, umfassen Tandem-Affinitätsreinigung, Affinitätschromatographie, Coimmunpräzipitation, Proteinarrays, Proteinfragment-Komplementierung, Phagenanzeige, Röntgenkristallographie und NMR-Spektroskopie. Bei einigen von ihnen (z.B. der Coimmunpräzipitation) findet die Interaktion in vivo statt, aber die Interaktion wird fixiert und nach dem Tod der Zelle oder des Organismus detektiert. Diese Methoden werden daher manchmal als ex vivo Methoden bezeichnet.

In vivo-Methoden werden in lebenden Zellen oder Organismen durchgeführt. Der große Vorteil von In-vivo-Methoden besteht darin, dass sie die natürliche Umgebung, in der die Interaktion stattfindet, erhalten. Darüber hinaus sind einige von ihnen, wie z.B. FRET, reversibel und können verwendet werden, um Protein-Protein-Interaktionen dynamisch zu quantifizieren, was von großem Vorteil ist. Folgen Sie dem untenstehenden Link, um weitere Informationen über diese Art von Methoden zu erhalten

Instrumente zur Untersuchung der Protein-Protein-Interaktion

Viele der oben genannten In-vivo-Methoden verwenden entweder fluoreszierende oder lumineszierende Markierungen. Daher sind Instrumente zur Messung von Fluoreszenz und/oder Lumineszenz erforderlich, um sie einzusetzen. Es gibt viele verschiedene Instrumente, die für diese Art von Messungen verwendet werden können, darunter Mikroplatten Reader, Fluoreszenzmikroskope, in vivo Imaging Systeme und viele mehr. Jedes Instrument unterscheidet sich in Bezug auf Leistung, Flexibilität, Durchsatz, Probengröße und vor allem in den Techniken für Protein-Protein-Interaktionsstudien, die sie durchführen können. Folgen Sie dem untenstehenden Link, um weitere Informationen über Instrumente für diese Anwendung zu erhalten.

Instrumenten zur Analyse von PPIs

Application Notes zur Protein-Protein-Interaktion

NanoBRET™ with the TriStar² S Promega NanoBRET™ protein:protein interaction system with the TriStar² S Multimode Microplate Reader

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NanoBRET™ with the Mithras² Promega NanoBRET™ protein:protein interaction system with the MITHRAS² Multimode Microplate Reader

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BRET Assay for 7TM Receptors Using the Mithras A Functional BRET Assay for 7TM Receptors Using the Mithras LB 940 Multimode Plate Reader

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BRET-based studies of receptor dynamics with Mithras Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET)-based studies of receptor dynamics in living cells with Berthold’s Mithras Multimode Microplate Reader

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BRET to monitor dynamic receptor-protein interactionswith the Mithras Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) as a means of monitoring dynamic receptor-protein interactions in living cells measured on LB 940 Mithras Multimode Microplate Reader

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Basic Considerations for BRET Assays with the Mithras Basic Considerations for Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) Assays for G-protein coupled receptor protein interactions in living cells

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Comparison of filter sets for BRET1 using Mithras Comparison of filter sets for BRET1 assays: ß-arrestin2 (ßARR2) recruitment to the vasopressin V2 receptor using the Mithras LB 940 Multimode Microplate Reader

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FRET to Study GPCR Oligomerization with Mithras FRET as a Tool to Study G-protein Coupled Receptor Oligomerization in HEK Cells.

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PathHunter™ ß-arrestin assay with Mithras PathHunter™ ß-arrestin luminescence assay with Mithras LB 940 Multimode Microplate Reader

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PathHunter™ ß-arrestin flash assay with Mithras PathHunter™ ß-arrestin flash luminescence assay with Mithras LB 940 Multimode Microplate Reader

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